مطالعه اثر غلظت‌های مختلف لیپوپلی‌ساکارید بر توانایی تکوین برون‌تنی و فراسنجه‌های محیط بلوغ تخمک گوسفند

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری گروه علوم دام و طیور، پردیس ابوریحان، دانشگاه تهران، پاکدشت، ایران

2 استادیار دانشگاه تهران، تخصص: بیوتکنولوژی تولیدمثل

3 دانشیار، پردیس ابوریحان، تخصص: ژنتیک و اصلاح نژاد دام/ ژنتیک مولکولی/ بیوانفورماتیک

4 استادیار، عضو هیات علمی دانشگاه تهران - ابوریحان، تخصص: تغذیه نشخوارکنندگان

5 استاد گروه دامپزشکی ، رویال کمبریج، دانشگاه لندن، لندن، انگلیس

چکیده

هدف از این مطالعه، بررسی اثر غلظت­های مختلف لیپوپلی‌ساکارید در محیط کشت بر بلوغ تخمک، توانایی تکوینتخمک و فراسنجه­هایمرتبط با محیط کشت بلوغ شامل گلوکز، پیروات، لاکتات و اسیدآمینه گلوتامین بود. تیمار­های آزمایشی شامل غلظت­های صفر (شاهد)، 0/01، 0/1، 1 و 10 میکروگرم در میلی‌لیتر لیپوپلی‌ساکارید در محیط کشت بلوغ تخمک بود. تخمک‌ها به‌همراه سلول­های کومولوس اطراف آن در حضور غلظت­های مختلف لیپوپلی‌ساکارید کشت داده شدند. پس از 24 ساعت محیط کشت جمع­آوری و درصد بلوغ تخمک‌ها، درصد تسهیم و تولید بلاستوسیست محاسبه شد. درصد بلوغ تخمک در تیمار با سطح 10 میکروگرم در میلی‌لیتر از لیپوپلی‌ساکارید پایین­ترین بود (p<0/05). در بین فراسنجه­های اندازه‌گیری‌شده، تنها غلظت گلوکز در پاسخ به سطوح افزایشی لیپوپلی‌ساکارید موجود در محیط کشت به­صورت خطی کاهش یافت (p<0/05)، به­طوری‌که تیمار 10 میکروگرم در میلی‌لیتر لیپوپلی‌ساکارید غلظت گلوکز پایین­تری نسبت به تیمار­های دیگر داشت. درصد تسهیم در تیمار دارای 10 میکروگرم در میلی­لیتر لیپوپلی‌ساکارید در مقایسه با بقیه تیمار­ها پایین­تر بود (p<0/05). هم‌چنین سطوح 1 و 10 میکروگرم در میلی‌لیتر از لیپوپلی‌ساکارید منجر به کاهش معنی‌دار درصد تولید بلاستوسیست در مقایسه با تیمار شاهد شد (p<0/05). براساس نتایج این پژوهش، لیپوپلی‌ساکارید اثرات منفی بر تکوین تخمک گوسفند دارد و اثرات آن احتمالاً از طریق تأثیر بر مسیر­های مرتبط با متابولیسم انرژی میانجی­گری می­گردد. به‌کارگیری برنامه­های مدیریتی به­منظور کنترل عوامل افزایش­دهنده غلظت لیپوپلی‌ساکارید در دوره تولیدمثل می­تواند از کاهش عملکرد تولیدمثلی دام جلوگیری کند.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Effect of various concentrations of lipopolysaccharide on in vitro developmental competence of ovine oocyte and metabolites related to the maturation medium

نویسندگان [English]

  • sara Ataei Nazari 1
  • abdollah mohammadi sang cheshmeh 2
  • Mohammad Reza Bakhtiarizadeh 3
  • ali assadi-alamouti 4
  • Ali Fouladi Nashta 5
1 Department animal science, callege aburaihan, tehran university, pakdasht, Iran
2 Department Animal science, college aburaihan, tehran university, pakdasht,iran
3 Department of Animal and Poultry Science, College of Aburaihan, University of Tehran, Tehran, Iran
4 Department of Animal and Poultry Science, College of Aburaihan, University of Tehran, Tehran, Iran
5 The Royal Veterinary College Royal College Street London NW1 0TU United Kingdom
چکیده [English]

This study was conducted to evaluate the effect of various concentrations of lipopolysaccharide (LPS) in maritaruta medium on oocyte maturation, oocyte developmental competence and metabolites related to maturation medium including glucose, pyruvate, lactate and glutamine. The experimental treatments were 0 (control), 0.01, 0.1, 1 and 10 μg/ml of LPS in oocyte maturation medium. The cumulus oocytes complex (COC) were cultured with various concentrations of lipopolysaccharide. After 24 h of oocyte maturation, the medium was collected and the rates of oocyte maturation, cleaved oocyte and oocytes reached to blastocyst stage were analyzed. Oocyte maturation rate was lowest in the treatment with 10 μg/ml of LPS (P<0.05). Among the measured metabolites, only glucose concentration was linearly
decreased in response to increasing levels of LPS in the maturation medium (P<0.05) as treatment with 10 μg/ml of LPS had lower glucose concentration comparing to other treatments. The percentage of oocyte cleavage was significantly lower in treatment with highest level of LPS compared to other treatments (P<0.05). In addition, the treatment with 1 and 10 μg/ml of LPS significantly reduced blastocyst rate compared to control group (P<0.05). According to results of this study, lipopolysaccharide could have detrimental effects on oocyte development and these influences seems to be mediated through pathways related to energy metabolism. Acquiring managerial approaches to control LPS enhancing agents during reproductive season could prevent animal's reproductive failure.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Bacterial cell wall
  • Ewe
  • Infectious diseases
  • Oocyte
  • Reproductive function
1. Asaf S, Leitner G, Furman O, Lavon Y, Kalo D and Wolfenson D (2014) Effects of Escherichia coli-and Staphylococcus aureusinduced mastitis in lactating cows on oocyte developmental competence. Reproduction. 147(1): 33-43.
2. Bromfield JJ and Sheldon IM (2013) Lipopolysaccharide reduces the primordial follicle pool in the bovine ovarian cortex ex vivo and in the murine ovary in vivo. Biology of Reproduction. 88(4): 98, 1-9.
3. Bromfield JJ and Sheldon IM (2011) Lipopolysaccharide initiates inflammation in bovine granulosa cells via the TLR4 pathway and perturbs oocyte meiotic progression in vitro. Endocrinology. 152(12): 5029-40.
4. Colonna R and Mangia F (1983) Mechanisms of amino acid uptake in cumulus-enclosed mouse oocytes. Biology of reproduction. 28(4): 797-803.
5. Downs SM and Utecht AM (1999) Metabolism of radiolabeled glucose by mouse oocytes and oocyte-cumulus cell complexes. Biology of reproduction. 60(6): 1446-52.
6. Dubin N, Bornstein D and Gong Y (1995) Use of endotoxin as a positive (toxic) control in the mouse embryo assay. Journal of assisted reproduction and genetics. 12(2): 147-52.
7. Lee JY, Sohn KH, Rhee SH and Hwang D (2001) Saturated fatty acids, but not unsaturated fatty acids, induce the expression of cyclooxygenase-2 mediated through Tolllike receptor 4. Journal of Biological Chemistry. 276(20): 16683-9.
8. Lucy M (2001) Reproductive loss in highproducing dairy cattle: where will it end? Journal of dairy science. 84(6): 1277-93.
9. Magata F, Horiuchi M, Miyamoto A and Shimizu T (2014) Lipopolysaccharide (LPS) inhibits steroid production in theca cells of bovine follicles in vitro: distinct effect of LPS on theca cell function in pre- and postselection follicles. Journal of Reproduction and Development. 2013-124.
10. Magata F and Shimizu T (2017) Effect of lipopolysaccharide on developmental competence of oocytes. Reproductive Toxicology. 71: 1-7.
11. Mani V (2012) Understanding intestinal lipopolysaccharide permeability and associated inflammation.
12. Mogensen TH, (2009) Pathogen recognition and inflammatory signaling in innate immune defenses. Clinical microbiology reviews. 22(2): 240-73.
13. Richards JS, Liu Z and Shimada M (2008) Immune-like mechanisms in ovulation. Trends in Endocrinology & Metabolism. 19(6): 191-6.
14. Roth Z, Asaf S, Furman O, Lavon Y, Kalo D and Wolfenson D (2016) Subclinical mastitis disrupts oocyte cytoplasmic maturation in association with reduced developmental competence and impaired gene expression in preimplantation bovine embryos. Reproduction, Fertility and Development. 28(11): 1653-62.
15. Sheldon IM, Cronin JG, Pospiech M and Turner ML (2018) Symposium review: Mechanisms linking metabolic stress with innate immunity in the endometrium. Journal of dairy science. 101(4): 3655-64.
16. Shepel E, Grushka N, Makogon N, Sribna V, Pavlovych S and Yanchii R (2018) Changes in DNA integrity and gene expression in ovarian follicular cells of lipopolysaccharidetreated female mice. Pharmacological Reports. 70(6): 1146-9.
17. Shimizu T, Miyauchi K, Shirasuna K, Bollwein H, Magata F and Murayama C (2012) Effects of lipopolysaccharide (LPS) and peptidoglycan (PGN) on estradiol production in bovine granulosa cells from small and large follicles. Toxicology In Vitro. 26(7): 1134-42.
18. Soto P, Natzke R and Hansen P (2003) Identification of possible mediators of embryonic mortality caused by mastitis: actions of lipopolysaccharide, prostaglandin F2α, and the nitric oxide generator, sodium nitroprusside dihydrate, on oocyte maturation and embryonic development in cattle. American Journal of Reproductive Immunology. 50(3): 263-72.
19. Sutton-McDowall ML, Gilchrist RB and Thompson JG (2010) The pivotal role of glucose metabolism in determining oocyte developmental competence. Reproduction. 139(4): 685-95.
20. Zhang R, Ji J, Blaženović I, Pi F, Wang T and Zhang Y (2018) Investigation into Cellular Glycolysis for the Mechanism Study of Energy Metabolism Disorder Triggered by  Lipopolysaccharide. Toxins. 10(11): 441.
21. Zhao S, Pang Y, Zhao X, Du W, Hao H and Zhu H (2019) Detrimental effects of lipopolysaccharides on maturation of bovine oocytes. Asian-Australasian journal of animal sciences. 32(8): 1112.
22. Zhao SJ, Pang YW, Zhao XM, Du WH, Hao HS and Zhu HB (2017) Effects of lipopolysaccharide on maturation of bovine oocyte in vitro and its possible mechanisms. Oncotarget. 8(3): 4656.
23. Zheng P, Bavister BD and Ji W (2001) Energy substrate requirement for in vitro maturation of oocytes from unstimulated adult rhesus monkeys. Molecular Reproduction and Development: Incorporating Gamete Research. 58(3): 348-55.
24. Yang W and Beauchemin K (2006) Effects of physically effective fiber on chewing activity and ruminal pH of dairy cows fed diets based on barley silage. Journal of Dairy Science. 89(1): 217-28.